Xylella Fastidiosa Of Apricots - Traiter les abricots avec la maladie de la pêche factice

Xylella Fastidiosa Of Apricots - Traiter les abricots avec la maladie de la pêche factice

Par: Amy Grant

Xylella fastidiosa des abricots est une maladie grave également appelée maladie du pêcher bidon en raison du fait qu'elle se trouve également couramment dans les pêchers. Cette maladie ne tue pas l'arbre immédiatement, mais entraîne une réduction de la croissance et de la taille des fruits, ce qui est préjudiciable aux cultivateurs commerciaux et domestiques. Comment gérer les abricots atteints de la fausse maladie de la pêche? Lisez la suite pour en savoir plus sur le traitement à l'abricot xylella.

Dommages causés par la maladie de Phony Peach

Observés pour la première fois en Géorgie vers 1890, les abricots atteints de la maladie du pêcher artificiel (PPD) ont un couvert compact et plat - le résultat du raccourcissement des entre-nœuds. Le feuillage a tendance à être d'un vert plus foncé que la normale et les arbres infectés fleurissent et donnent généralement des fruits tôt et retiennent leurs feuilles plus tard à l'automne que ceux non infectés. Le résultat est un fruit plus petit combiné à une réduction considérable des rendements.

Les rameaux sur les abricots malades ont non seulement des entre-nœuds raccourcis, mais une augmentation de la ramification latérale. Dans l'ensemble, l'arbre semble nain avec une croissance compacte. Au fur et à mesure que la maladie progresse, le bois devient sec et cassant accompagné d'un dépérissement. Les arbres qui développent des symptômes de Xylella fastidiosa avant l'âge de porter ne produisent jamais de fruits.

La PPD se propage par greffe de racines et par cicadelles. Les abricots atteints de la maladie de la pêche factice peuvent être trouvés de la Caroline du Nord au Texas. Les températures plus douces de ces régions favorisent l'insecte vecteur, la cicadelle du tireur d'élite.

Des formes similaires de la bactérie provoquent l'échaudure des feuilles de prunier, la maladie de Pierce du raisin, la chlorose panachée des agrumes et la brûlure des feuilles dans les arbres (amande, olive, café, orme, chêne, laurier-rose et sycomore).

Traitement Abricot Xylella

Il n'existe actuellement aucun remède pour la PPD. Les options sont limitées à la propagation de la maladie. À cette fin, tous les arbres malades doivent être supprimés. Ceux-ci peuvent être facilement identifiés par la croissance réduite des pousses à la fin de l'été. Retirez les arbres avant la taille, ce qui peut rendre la maladie difficile à identifier.

Aussi, en ce qui concerne la taille, évitez la taille en été qui favorise la croissance qui attire les cicadelles. Gardez les zones entourant les abricotiers libres de mauvaises herbes pour réduire l'habitat des cicadelles. Retirez tous les pruniers, sauvages ou non, à proximité des abricotiers.

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Dernier

En juin 2020, l'EFSA a publié des lignes directrices pour la réalisation d'enquêtes sur Xylella fastidiosa. Le document guide les arpenteurs-géomètres dans la conception d'enquêtes statistiquement solides et fondées sur les risques, intégrant les informations clés recueillies dans la carte d'enquête sur les ravageurs pour X. fastidiosa publié en 2019.

En avril 2020, l'EFSA a publié la dernière mise à jour de sa base de données des plantes qui agissent en tant qu'hôtes de Xylella fastidiosa. Trente-sept autres ont été identifiées comme hôtes du pathogène, portant le nombre total d'espèces dans la base de données à 595.


IDENTITÉ

X. fastidiosa est une espèce génétiquement diversifiée qui a été associée à un large éventail de maladies des plantes (voir les noms communs ci-dessus).

Sous-espèces: six sous-espèces différentes de X. fastidiosa ont été proposés, à savoir:

- X. fastidiosa subsp. fastidiosa
- X. fastidiosa subsp. multiplex
- X. fastidiosa subsp. pauca
- X. fastidiosa subsp. sandyi
- X. fastidiosa subsp. tashke
- X. fastidiosa subsp. morus

Cependant, de ces sous-espèces seulement deux, fastidiosa et multiplex, sont actuellement officiellement considérés comme des noms valides par l'International Society of Plant Pathology Committee on the Taxonomy of Plant Pathogenic Bacteria (ISPP-CTPPB) (Bull et al., 2012). Une subdivision pathovar à l'intérieur X. fastidiosa a également été proposé (Hendson et al., 2001).

Types de séquence (ST): Typage de séquence multi-focus (Maiden et al., 1998) est une méthodologie de typage génétique largement utilisée pour caractériser X. fastidiosa ainsi que d'autres bactéries (Scally et coll., 2005 Yuan et coll., 2010 Nunney et coll., 2014 Denancé et coll., 2017, 2019). Différentes ST ont été identifiées dans les différents foyers de la région OEPP: ST53 (X. fastidiosa subsp. pauca) et ST87 (X. fastidiosa subsp. multiplex) en Italie ST6 (X. fastidiosa subsp. multiplex), ST7 (X. fastidiosa subsp. multiplex) et ST53 en France ST7 au Portugal ST1 (X. fastidiosa subsp. fastidiosa), ST6, ST7, ST80 (X. fastidiosa subsp. pauca) et ST81 (X. fastidiosa subsp. multiplex) en Espagne (Îles Baléares).

HÔTES 2020-05-05

X. fastidiosa est une bactérie polyphage qui peut infecter le xylème d'une large gamme de plantes hôtes cultivées et sauvages. Au total, 595 espèces végétales ont été signalées dans la littérature scientifique (EFSA, 2020) en tant qu'hôtes végétaux de X. fastidiosa. De ceux-ci, 343 ont été confirmés en utilisant au moins deux tests moléculaires différents pour la détection de la bactérie, et plusieurs de ces espèces végétales se sont avérées avoir été infectées dans des conditions naturelles.

X. fastidiosa est connu pour causer de graves dommages directs à plusieurs grandes cultures, notamment la vigne, l'amande, le café, les agrumes, les fruits à noyau, ainsi que les arbres forestiers, paysagers et ornementaux. Les maladies principales et les plus courantes causées par la bactérie sont la maladie de Pierce (MP) de la vigne en Amérique du Nord, la chlorose panachée des agrumes (CVC) en Amérique du Sud et, ces dernières années, le syndrome du déclin rapide de l’olive (OQDS).

L'OQDS est une maladie dévastatrice causée par X. fastidiosa qui a émergé dans le sud de l'Italie en 2013 (Saponari et al., 2013) mais qui a été détecté pour la première fois aux États-Unis dans les années 2000 (Hernandez-Martinez, 2007 Krugner, 2011). La maladie de l'olivier (également appelée brûlure des feuilles d'olivier et déclin rapide) est également apparue en Argentine et au Brésil (Haelterman et al., 2015 Coletta-Filho et al., 2016).

Sur le territoire de l'Union européenne, une liste de plantes hôtes jugées sensibles à Xylella fastidiosa et sa sous-espèce est conservée dans une base de données (Commission européenne, 2020). On peut noter qu'aucune souche de X. fastidiosa peut infecter tous les hôtes végétaux et une grande variation de la gamme d'hôtes a été constatée même au sein des sous-espèces et parmi les souches partageant le même ST (Nunney et al., 2019).

Liste d'hôtes: Acacia dealbata, Acacia saligna, Acer pseudoplatanus, Acer rubrum, Amaranthus retroflexus, Anthyllis hermanniae, Artemisia arborescens, Artemisia sp., Asperges acutifolius, Calicotome sp., Calicotome spinosa, Calicotome villosa, Campsis radicans, Carya illinoinensis, Catharanthus, Cercis siliquastrum, Album Chenopodium, Cistus albidus, Cistus creticus, Cistus monspeliensis, Cistus salviifolius, Ciste x incanus, Citroncirus, Citrus sinensis, Agrumes, Coffea, Convolvulus cneorum, Coprosma repens, Coronilla valentina subsp. glauca, Coronilla Valentina, Cypéracées, Cytisus scoparius, Cytisus villosus, Dimorphotheca ecklonis, Dimorphotheca fruticosa, Diospyros kaki, Dodonaea viscosa, Elaeagnus angustifolia, Eremophila maculata, Erigeron bonariensis, Erigeron karvinskianus, Erigeron sp., Erigeron sumatrensis, Erysimum, Euphorbia chamaesyce, Euphorbia terracina, Euryops chrysanthèmes, Euryops pectinatus, Ficus carica, Fortunella, Fraxinus angustifolia, Genista corse, Éphédroïdes Genista, Genista tricuspidata, Genista x spachiana, Gleditsia triacanthos, Grevillea juniperina, Hebe elliptica, Hebe, Helichrysum italicum, Helichrysum sp., Helichrysum stoechas, Héliotropium europaeum, Hibiscus sp., Ilex aquifolium, Juglans regia, Laurus nobilis, Lavandula angustifolia, Lavandula dentata, Lavandula latifolia, Lavandula stoechas, Lavandula x chaytorae, Lavandula x heterophylla, Lavandula x intermedia, Ligustrum sinense, Liquidambar styraciflua, Lonicera japonica, Medicago arborea, Medicago sativa, Metrosideros excelsa, Morus alba, Morus rubra, Myoporum insulare, Myrtus communis, Nerium laurier-rose, Olea europaea, Pelargonium fragrans, Pelargonium graveolens, Persea americana, Phagnalon saxatile, Phillyrea latifolia, Phlomis fruticosa, Pistacia vera, Platanus occidentalis, Poacées, Polygala myrtifolia, Poncirus trifoliata, Prunus angustifolia, Prunus armeniaca, Prunus avium, Prunus cerasifera, Prunus cerasus, Prunus domestica, Prunus dulcis, Prunus persica, Prunus salicina, Prunus serotina, Quercus palustris, Quercus rubra, Quercus suber, Rhamnus alaternus, Robinia pseudoacacia, Hybrides d'arbustes à fleurs en grappes de Rosa, Rosa canina, Rosa multiflora, Salvia rosmarinus, Santolina chamaecyparissus, Sorgho halepense, Spartium junceum, Strelitzia reginae, Streptocarpus, Teucrium capitatum, Ulex europaeus, Ulex mineur, Ulmus americana, Vaccinium corymbosum, Vaccinium darrowii, Vaccinium virgatum, Vinca mineur, Vinca, Vitis labrusca, Vitis riparia, Vitis vinifera, Vitis, Westringia fruticosa, Westringia glabra, les plantes ligneuses, x Citrofortunella microcarpa

DISTRIBUTION GÉOGRAPHIQUE 2020-05-05

X. fastidiosa est connue pour se produire sur une large gamme de zones climatiques dans les zones tropicales et subtropicales, ainsi que dans les régions à climat plus tempéré ou même continental. Jusqu'aux années 2010, X. fastidiosa était connue uniquement dans les Amériques. En Asie, une bactérie causant la brûlure des feuilles du poirier à Taiwan et identifiée pour la première fois comme X. fastidiosa (Su et coll., 2013) a par la suite été signalée comme une nouvelle espèce X. taiwanensis (Su et coll., 2016). Dans la région OEPP, le foyer de X. fastidiosa dans les oliviers des Pouilles, dans le sud de l'Italie (Saponari et al., 2013) et la présence de la bactérie dans les espèces végétales méditerranéennes dans les paysages naturels et urbains d'Italie (Pouilles, Toscane), de France (Corse et Provence-Alpes-Côte d'Azur), d'Espagne (Baléares, Comunidad Valenciana et Madrid) et le Portugal (Porto), ont constitué un changement majeur dans sa répartition géographique. Records de Turquie (Güldür et coll., 2005), Liban (Temsah et al., 2015 Habib et al., 2016) et au Kosovo (Berisha et al., 1998 OEPP, 1998) sont considérés comme invalides.

La répartition ci-dessous est donnée pour tous X. fastidiosa sous-espèces.

Région OEPP: France (continent, Corse), Israël, Italie (continent), Portugal (continent), Espagne (continent, Islas Baleares)
Asie: Iran, Israël, Taïwan
Amérique du Nord: Canada (Colombie-Britannique, Ontario, Saskatchewan), Mexique, États-Unis d'Amérique (Alabama, Arizona, Arkansas, Californie, Delaware, District de Columbia, Floride, Géorgie, Indiana, Kentucky, Louisiane, Maryland, Mississippi, Missouri, New Jersey, Nouveau-Mexique, New York, Caroline du Nord, Oklahoma, Oregon, Pennsylvanie, Rhode Island, Caroline du Sud, Tennessee, Texas, Virginie, Washington, Virginie-Occidentale)
Amérique centrale et Caraïbes: Costa Rica, Porto Rico
Amérique du Sud: Argentine, Brésil (Bahia, Espirito Santo, Goias, Minas Gerais, Para, Parana, Rio de Janeiro, Rio Grande do Sul, Santa Catarina, Sao Paulo, Sergipe), Paraguay, Venezuela

LA BIOLOGIE 2020-05-05

Interaction entre X. fastidiosa et ses plantes hôtes

Xylella fastidiosa est une bactérie exigeante limitée au xylème qui, dans la nature, est exclusivement transmise par les insectes se nourrissant de liquide xylème. La bactérie prolifère donc uniquement dans les vaisseaux du xylème, dans les racines, les tiges et les feuilles. L'expression des symptômes est généralement liée à l'occlusion de ces vaisseaux par des agrégats bactériens, ainsi que par des tyloses et des gommes formées par la plante. Par conséquent, les symptômes de X. fastidiosa ressemblent souvent à ceux causés par le stress hydrique. Dans certains cas, l'infection entraîne la mort rapide de la plante hôte. Cependant, de nombreuses espèces végétales, sinon la majorité, peuvent même ne présenter aucun symptôme (EFSA, 2015a, 2018, 2019b). Les plantes asymptomatiques servent souvent de source d'inoculum pour les vecteurs (Hopkins et Purcell, 2002). Dans certaines plantes hôtes, les cellules bactériennes peuvent rester limitées à certaines parties de la plante ou même au point d'entrée. Chez les plantes sensibles, elles se déplacent systémiquement à travers les vaisseaux du xylème, principalement en amont mais aussi en aval, et peuvent envahir tous les organes de la plante. Le laps de temps entre l'infection et l'apparition des symptômes (période d'incubation) est très variable et varie de quelques mois à plus d'un an, selon les X. fastidiosa génotype, l'espèce hôte, l'âge de la plante et les conditions de croissance (EFSA, 2019b, 2020).

Le climat hivernal est généralement un facteur clé pour délimiter les zones où X. fastidiosa peuvent persister d'une saison à l'autre. La maladie de Pierce et la fausse maladie ne surviennent que dans les régions où l'hiver est doux, vraisemblablement en relation avec la survie de la bactérie dans les plantes dormantes (Purcell, 1989). La thérapie par le froid expérimentale des vignes malades suggère que les températures de congélation peuvent éliminer la bactérie directement dans les plantes (Purcell, 1980). Bien que la bactérie hiverne de préférence dans les plantes infectées, elle peut également survivre dans ses insectes vecteurs. X. fastidiosa est efficacement acquise par les insectes vecteurs, sans période de latence, et elle se multiplie et persiste indéfiniment chez les adultes infectieux (Severin, 1950). Par conséquent, si ces adultes infectés hivernent, ils peuvent maintenir X. fastidiosa pendant la saison défavorable. C'est le cas des tireurs d'élite (Cicadellidae, Cicadellinae) sur le continent américain. Cependant, les tireurs d'élite européens et la plupart des cercopes européens (Aphrophoridae et quelques Cercopidae) hivernent sous forme d'œufs et, par conséquent, s'ils sont infectés, ces vecteurs ne peuvent pas supporter l'hivernage des X. fastidiosa, puisque la transmission transovarienne de X. fastidiosa ne se produit pas (Freitag, 1951).

Interaction entre X. fastidiosa et ses vecteurs

En théorie, tous les insectes qui se nourrissent de liquide xylème sont considérés comme des vecteurs, jusqu'à preuve du contraire (Frazier, 1944 Purcell, 1989 Almeida et coll., 2005), mais l'efficacité de la transmission varie considérablement en fonction des espèces d'insectes, de la plante hôte et X. fastidiosa génotype (Redak et coll. 2004 Lopes et coll., 2010). Tout X. fastidiosa Les insectes vecteurs appartiennent à Auchenorrhyncha (Hemiptera) et sont répartis dans les superfamilles Cercopoidea, Cicadoidea et Membracoidea. Chacune des trois superfamilles comprend des groupes d'alimentation en fluide xylème, mais, alors que toutes les Cercopoidea (connues sous le nom de cercopes ou cigales) et Cicadoidea (cigales) sont considérées comme des nourritures de xylème-fluide, dans Membracoidea uniquement la sous-famille Cicadellinae (appelés tireurs d'élite) au sein de la famille Cicadellidae sont en fait des doseurs de fluide au xylème.

Les bactéries acquises adhèrent au précibarium et au cibarium de l'intestin antérieur et ne colonisent pas systématiquement le corps de l'insecte (Purcell et Finlay, 1979). Cela implique que les nymphes perdent leur pouvoir infectieux lors de la mue, car l'intestin antérieur est d'origine ectodermique et se renouvelle, et que les adultes nouvellement émergés doivent à nouveau acquérir X. fastidiosa devenir contagieux. Normalement, très peu de cellules bactériennes vivantes sont suffisantes pour une transmission réussie (Hill et Purcell, 1995, 1997) qui n'est ni transovarienne ni transstadiale. La température joue un rôle clé dans l'interaction entre la bactérie et ses vecteurs: elle influence la multiplication des pathogènes dans les plantes sources (Feil et Purcell, 2001) la multiplication des pathogènes dans les vecteurs (Dohm et coll., 2002) la mise en place réussie du pathogène chez le nouvel hôte (Chu et Volety, 1997) et le comportement du vecteur (Su et Mulla, 2001).

Dans les vignobles californiens, Homalodisca vitripennis (= H. coagulata), Xyphon fulgidum (= Carneocephala fulgida), Draeculacephala minerva, et Graphocephala atropunctata sont considérés comme les vecteurs les plus importants de la maladie de Pierce. Dans les vergers d'agrumes brésiliens, Acrogonia terminalis, Dilobopterus costalimai, Oncometopia facialis sont considérés comme les vecteurs les plus importants de la chlorose panachée des agrumes.

Dans la région OEPP, les seuls vecteurs confirmés de X. fastidiosa sont Philaenus spumarius (Cercopoidea: Aphrophoridae), et en conditions expérimentales, Neophilaenus campestris et Philaenus italosignus (Aphrophoridés) (Cavalieri et coll., 2018 Saponari et coll., 2014, Cornara et coll., 2017b). P. spumarius (coccinelle des prés), le seul vecteur efficace de X. fastidiosa dans des conditions naturelles, est une espèce hautement polyphage et univoltine. Les nymphes et les adultes ont une gamme d'hôtes différente. Les nymphes préfèrent les parties tendres des plantes et les plantes herbacées, en particulier les plantes des familles des astéracées, des fabacées et des apiacées (Di Serio et coll., 2019 Dongiovanni et coll., 2018b) qui poussent souvent comme plantes de couverture ou comme plantes envahissantes, dans les oliveraies, sur les haies de champs et dans les espaces naturels et semi-naturels. Les adultes, en revanche, ont tendance à se nourrir d'espèces végétales ligneuses (EFSA, 2019c).

Dans le sud de l'Italie (Pouilles), des adultes de P. spumarius émergent entre la fin avril et le début mai et passent de la végétation herbacée des oliviers à la canopée des oliviers et autres arbres et arbustes à feuilles persistantes ou caduques de la fin du printemps au début de l'été (Di Serio et coll., 2019 Cornara et coll., 2017a Bodino et coll., 2017). Ce mouvement peut également être observé si la couverture herbeuse persiste pendant l'été. À la fin de l'été et au début de l'automne, les adultes retournent aux plantes herbacées pour la ponte et l'hivernage (Weaver et King, 1954 Cornara et coll., 2018). La gamme d'hôtes de X. fastidiosa subsp. pauca la souche ST53, à l'origine de l'OQDS en Italie, chevauche celle de P. spumarius (Weaver et King, 1954 Cornara et coll., 2017b), suggérant que certaines de ces espèces hôtes peuvent servir de réservoirs naturels et éventuellement de sources d'inoculum pour la propagation primaire du pathogène aux cultures affectées.

Les conditions climatiques dans différentes parties de la région OEPP peuvent affecter le cycle de vie des P. spumarius. Par exemple, dans le climat méditerranéen, les ailés sont abondants peu de temps après l'émergence puis plus tard après l'estivation en octobre. Aux Pays-Bas, en revanche, P. spumarius peut être détecté de juin à octobre (Noordijk et coll., 2019), avec un pic de la population adulte en juin et juillet.

En général, dans le cadre de la surveillance et compte tenu de ce qui précède, il est préférable de prélever des échantillons d'insectes en fin de saison, car les insectes collectés pendant cette période pourraient s'être nourris de plusieurs plantes hôtes et les chances d'être infectés sont donc plus élevées.

DÉTECTION ET IDENTIFICATION 2020-06-09

La détection et l'identification des Xylella fastidiosa repose sur la combinaison de l'examen visuel, de l'échantillonnage et de l'analyse des insectes vecteurs et du matériel végétal.

Symptômes

Symptômes de Xylella-les maladies sont très variables et leur expression dépend de la combinaison de la plante hôte et de la souche bactérienne, ainsi que des conditions environnementales, y compris les conditions de croissance spécifiques de la plante individuelle et de son stade phénologique. Ces symptômes comprennent la brûlure des feuilles, le flétrissement du feuillage, la défoliation (prématurée), la chlorose ou le bronzage le long de la marge des feuilles, le rabougrissement et le dépérissement des pousses et des rameaux, la formation de nouvelles feuilles mal formées (asymétriques) et le nanisme (OEPP, 2019a). Compte tenu de la large gamme d'hôtes X. fastidiosa, les descriptions des symptômes sont fournies ci-dessous uniquement pour ses hôtes principaux.

Le symptôme le plus caractéristique de l'infection primaire est la brûlure des feuilles. Un signe précoce est le séchage soudain d'une partie d'une feuille verte, qui vire ensuite au brun tandis que les tissus adjacents deviennent jaunes ou rouges. La dessiccation se propage et la feuille entière peut se ratatiner et tomber, ne laissant que le pétiole attaché. Les tiges malades mûrissent souvent de manière irrégulière, avec des taches de tissu brun et vert. Plus tard, les plantes infectées se développent tardivement et produisent des pousses chlorotiques rabougries. Ils survivent rarement plus d'un an ou deux, même s'il y a des signes de rétablissement.

Les jeunes pousses sont rabougries et portent un feuillage plus vert et plus dense que les arbres sains. Les branches latérales poussent horizontalement ou tombent, de sorte que l'arbre semble uniforme, compact et arrondi. Les feuilles et les fleurs apparaissent tôt et les feuilles restent sur l'arbre plus longtemps que sur les arbres sains. Les arbres affectés produisent de moins en moins de fruits et des fruits plus petits jusqu'à ce que, après 3 à 5 ans, ils deviennent économiquement sans valeur.

Les arbres peuvent commencer à montrer les symptômes de la chlorose panachée à partir de la taille de la pépinière jusqu'à 7 à 10 ans. Ces jeunes arbres sont systématiquement affectés par X. fastidiosa. Les arbres de plus de 15 ans ne sont généralement pas totalement affectés, mais ont plutôt une ou deux grandes branches d'échafaudage présentant des symptômes. Les arbres affectés présentent une chlorose foliaire ressemblant à une carence en zinc avec une chlorose interveinale. La chlorose apparaît sur les jeunes feuilles à mesure qu'elles mûrissent et peut également se produire sur les feuilles plus âgées. Les arbres nouvellement touchés présentent une sectorisation des symptômes, tandis que les arbres qui ont été affectés pendant un certain temps présentent une chlorose panachée dans toute la canopée. À mesure que les feuilles mûrissent, de petites lésions gommeuses brun clair légèrement surélevées (devenant brun foncé ou même nécrotiques) apparaissent sur la face inférieure, correspondant aux zones chlorotiques jaunes sur la face supérieure.

La taille du fruit est considérablement réduite, sa teneur en sucre est plus élevée que celle des fruits non affectés, et l'écorce peut devenir si dure qu'elle peut endommager les machines à presser. La floraison et la nouaison se produisent en même temps sur les arbres sains et affectés, mais l'éclaircie physiologique des fruits ne se produit pas sur les arbres affectés et les fruits restent petits. Pour cette raison, la production totale n'est pas considérablement réduite. Sur les arbres affectés de cv. Pera et autres cultivars d'orange, les fruits se présentent souvent en grappes de 4 à 10, ressemblant à des grappes de raisin. Les arbres affectés présentent un retard de croissance et un taux de croissance lent. Les rameaux et les branches meurent, bien que généralement la plante ne meurt pas et que la canopée s'amincit.

La maladie des oliviers se caractérise par l'apparition d'une dessiccation dispersée des brindilles et des petites branches. Les feuilles sont les premières touchées. La brûlure commence à leur extrémité et progresse vers le pétiole, s'étendant à toute la lame. Les feuilles mortes restent attachées tout l'été aux rameaux, qui se dessèchent également, et commencent à tomber avec les premières pluies de l'automne. Les symptômes sont d'abord localisés dans la partie supérieure de la couronne, puis ils s'étendent au reste de la canopée. Les arbres de cultivars sensibles déclinent et meurent en quelques années après l'apparition des symptômes. Ces arbres, en particulier les arbres centenaires, sont souvent fortement taillés, ce qui les oblige à pousser une nouvelle croissance qui, éventuellement, se fanera et se dessèchera (Martelli, 2016).

Polygala myrtifolia

Il s'agit de l'un des principaux hôtes sensibles de l'épidémie européenne actuelle. Les plantes infectées présentent des feuilles brûlées, la dessiccation commençant à la pointe et progressant jusqu'à la lame entière.

Morphologie

Xylella fastidiosa

X. fastidiosa est une bactérie à Gram négatif, en forme de bâtonnet avec des parois cellulaires ondulées distinctives. Il est non flagellé, ne forme pas de spores et mesure 0,1-0,5 x 1-5 µm.

Les tireurs d'élite adultes se distinguent des autres sous-familles de cicadelles par la possession de visages très «gonflés» ou «gonflés» causés par la musculature massive requise par la pompe cibariale (pharyngée) pour aspirer de grandes quantités de xylème (Young, 1968). Les tireurs d'élite sont généralement parmi les plus grosses cicadelles. Les plus petites espèces (par ex. Xyphon fulgidum) peut mesurer environ 4 mm de long, tandis que les espèces plus grandes telles que Homalodisca vitripennis peut dépasser 15 mm. Les nymphes ressemblent généralement à des adultes par leur forme, mais diffèrent généralement considérablement par leur coloration et leurs marques. La sous-famille est assez diversifiée, en particulier sous les tropiques américaines, avec plus de 210 genres (Young, 1977). La coloration varie d'un vert uniforme (par ex. Draeculacephala spp.) ou d'une autre coloration cryptique à des combinaisons d'espèces tropicales rouge vif, orange, jaune et bleu. Les tireurs d'élite ont généralement de larges gammes d'hôtes végétales. Même les espèces qui se trouvent sur une ou quelques espèces hôtes sont capables de survivre prolongé en captivité sur des hôtes inhabituels. Le tireur d'élite rhododendron, Graphocephala fennahi, est une espèce nord-américaine maintenant établie en Europe, où elle n'est pas seulement présente sur Rhododendron mais sur de nombreuses autres plantes ligneuses. Les femelles tireurs d'élite et les crachats insèrent leurs œufs dans les tissus végétaux. Les œufs de certaines espèces de tireurs d'élite restent dormants pendant l'hiver.

Les cercopidés peuvent être distingués des cicadelles, qui possèdent une ou plusieurs rangées d'épines le long du tibia postérieur, par le tibia postérieur lisse avec quelques épines ou un cercle d'épines robustes à l'apex du tibia. La forme du corps des cicadelles est généralement plus robuste que celle des cicadelles.

La coccinelle des prés Philaenus spumarius appartient à l'ordre des hémiptères, de la superfamille des Cercopoidea, de la famille des Aphrophoridés. Le nom de coccinelle vient de la coquille constituée par les nymphes mélangeant du liquide évacué de l'anus et une sécrétion produite par des glandes situées entre le 7e et le 8e sternite abdominale. Des bulles d'air sont introduites dans le crachat au moyen d'appendices caudaux et d'un tube ventral formé par des tergites abdominaux pliés vers le bas (Cornara et coll., 2018).

P. spumarius, qui n'a jamais été considéré comme un ravageur agricole en Europe avant l'introduction de X. fastidiosa, est de couleur extrêmement variable, allant du gris clair au noirâtre bien que la forme la plus typique soit jaune-vert avec des lignes sombres indistinctes.

P. spumarius est largement distribué (régions tempérées d'Europe, d'Asie, d'Amérique du Nord et aussi d'Afrique du Nord) et se rencontre dans la plupart des habitats terrestres (prairies, champs abandonnés, terrains vagues, bords de routes, berges de ruisseaux, champs de foin, marais, parcs, jardins et champs cultivés Yourtever , 2000) sur des centaines de plantes hôtes allant des graminées aux arbres, y compris les cultures de prairie, les herbes, les chardons, les plantes de jardin, les arbustes et les conifères. Cependant, les légumineuses fixatrices d'azote et autres plantes à forte concentration d'acides aminés dans la sève du xylème (Medicago sativa, Trifolium sp., Vicia spp., et Xanthium strumarium) sont les hôtes préférés.

P. spumarius hivernent sous forme d’œufs. Les œufs sont pondus dans les chaumes, les herbes, les parties mortes de plantes, les résidus végétaux, les fissures et les écorces de tronc d'arbre, ou dans la litière de feuilles (mais la majorité des œufs sont pondus près du sol entre deux surfaces apposées) à la fin de l'été ( dans les Pouilles, la ponte a été réalisée dans des conditions semi-artificielles en octobre). L'éclosion a lieu au printemps suivant. Les larves, peu mobiles, se nourrissent de la sève présente dans le xylème en collant leurs stylets dans la plante. Le développement larvaire a cinq stades. Les adultes apparaissent en avril et vivent jusqu'à l'automne (mais ils peuvent survivre jusqu'au printemps successif en cas d'hivers doux: Saponari et coll. 2014). Ils ne sont pas très actifs et présentent un comportement de saut lorsqu'ils sont dérangés.

Bien que les nymphes vivent à l'intérieur du crachat, elles peuvent ramper activement sur de courtes distances, passant ainsi d'une plante herbacée à une autre (Bodino et coll., 2017). Les adultes sont beaucoup plus mobiles, à la fois activement et passivement. La dispersion passive sur de grandes distances est médiée par le vent et les activités humaines (le transport en voiture peut également se produire).

Méthodes de détection et d'inspection

Les échantillons destinés au laboratoire doivent être prélevés pendant l'été et être composés de branches ou de boutures avec des feuilles (matures) attachées. L’échantillonnage des jeunes pousses en croissance brièvement après la levée doit être évité car la bactérie peut être difficile à détecter lors de la nouvelle saison. Pour les plantes de petite taille, la plante entière peut être envoyée au laboratoire. Dans le cas des enquêtes de détection, il est généralement recommandé d'échantillonner plusieurs plantes et de tester un échantillon groupé du site d'enquête. Par exemple, pour tester la présence de X. fastidiosa dans les oliviers, un échantillon de laboratoire peut comprendre jusqu'à 20 g de pétioles de feuilles, correspondant à environ 800 à 900 pétioles de feuilles, tandis que 4 pétioles de feuilles sont prélevés par plante. Il en résulterait que jusqu'à 200-225 plantes sont ensuite testées dans un seul échantillon groupé.

L'échantillonnage vectoriel est considéré comme une pratique efficace pour détecter la bactérie dans une zone donnée. Actuellement, les filets de balayage sont couramment utilisés pour collecter les insectes adultes de P. spumarius (Cruaud et coll., 2018 Cornara et coll., 2018). D'autres méthodes de piégeage, telles que les minicages (biocénomètres), les pièges à fosse, les pièges collants, les pièges à ventouse aériens, les plateaux batteurs et les bandes à pieds enchevêtrés se sont avérés moins efficaces que les filets à balayage. Pour maximiser la probabilité de détection, des échantillons d'insectes doivent être prélevés lorsque les adultes sont abondants sur le terrain et après s'être nourris de plusieurs hôtes à la fin de l'été ou après l'estivation.

Plus de détails sur l'échantillonnage peuvent être trouvés dans la norme OEPP PM 7/24 (OEPP, 2019a) et la carte d'enquête EFSA sur les organismes nuisibles (EFSA, 2019a).

Tests en laboratoire

Compte tenu de la difficulté d'isoler X. fastidiosa, divers protocoles de diagnostic sérologique et moléculaire ont été validés pour être appliqués directement sur des extraits de tissus végétaux ou d'insectes vecteurs. Compte tenu de leur moindre sensibilité, l'utilisation de tests sérologiques n'est conseillée que pour le dépistage d'un grand nombre de plantes symptomatiques ainsi que de matériel asymptomatique provenant d'une zone de foyer ou d'une zone tampon autour d'un foyer, car la concentration de la bactérie dans les tissus infectés est susceptible de être plus élevé. Les méthodes moléculaires basées sur l'utilisation de la PCR sont généralement retenues pour être plus sensibles et spécifiques, bien que la présence d'inhibiteurs puisse être un problème avec certaines matrices. Leur utilisation est notamment recommandée pour la détection X. fastidiosa dans les plantes asymptomatiques, les insectes vecteurs et pour l'attribution de sous-espèces directement ou par séquençage sanger des amplicons d'au moins deux et jusqu'à sept fragments de gènes domestiques (OEPP, 2019a). Pour les zones où le pathogène est connu pour être présent, le résultat d'un seul test est considéré comme suffisant (OEPP, 2019a) mais dans les zones considérées comme exemptes d'organismes nuisibles, pour qu'une détection positive soit considérée comme valide, un minimum de deux tests de dépistage positifs devrait être entrepris pour les échantillons de plantes. Ces tests doivent différer soit par les principes biologiques sous-jacents, soit par la séquence génomique qu'ils ciblent. Les techniques de télédétection et les méthodes d'imagerie hyperspectrale sont de plus en plus fiables pour la détection précoce des arbres infectés, en particulier pour la détection des symptômes pré-visuels (Kumar et coll., 2012 Li et coll., 2014). À Zarco-Tejada et coll. (2018), la spectroscopie et la thermographie par imagerie aéroportée ont révélé la présence de X. fastidiosa dans les oliviers avant l'expression des symptômes.

PCR en temps réel (Harper et coll., 2010, erratum 2013) est recommandé pour la détection de X. fastidiosa dans des échantillons vectoriels. Afin de réduire le nombre d'échantillons à tester en laboratoire, il est possible de regrouper les échantillons de la même espèce. Pour les petits vecteurs (par ex. Philaenus), 1 à 5 têtes peuvent être regroupées, tandis que pour les grands vecteurs (par ex. Cigale orni ou alors Aphrophora spp.) une seule tête d'insecte peut être utilisée (OEPP, 2019a).

Plus de détails sur les tests de laboratoire peuvent être trouvés dans la Norme OEPP PM 7/24 et NIMP 27 / DP 25 (OEPP, 2019a IPPC, 2018).

VOIES DE MOUVEMENT 2020-05-05

X. fastidiosa est incapable de se propager dans l'environnement de manière autonome par contact ou par diffusion d'air. Il semble également que X. fastidiosa n'est pas transmis par les semences. Propagation naturelle de X. fastidiosa est principalement assurée par ses insectes vecteurs qui volent généralement sur de courtes distances (en moyenne jusqu'à 100-150 mètres) mais peuvent être transportés par le vent sur de plus longues distances. La principale voie d'entrée et de propagation des X. fastidiosa est le commerce ou le mouvement des plantes destinées à la plantation. Les vecteurs infectieux peuvent également être transportés sur de courtes et longues distances sur des plantes, des parties de plantes ou en tant qu'auto-stoppeurs (c'est-à-dire par des moyens indirects, tels que des vêtements ou des parties du corps de personnes, des véhicules, sur lesquels ils peuvent être transportés passivement). Les fruits, les fleurs coupées, le feuillage ornemental et le bois (non destinés à la multiplication des plantes) sont considérés comme des voies peu probables pour X. fastidiosa.

SIGNIFICATION DES NUISIBLES 2020-06-09

Impact economique

Aux États-Unis, dans les principales zones où X. fastidiosa se produit naturellement (plaines côtières du golfe du Mexique), Vitis vinifera et V. labrusca ne peuvent pas être cultivés car ils sont rapidement infectés en raison des taux élevés de propagation naturelle. Par conséquent, seules les sélections de V. rotundifolia (muscadine) et des hybrides résistants spécialement élevés peuvent être cultivés. La même situation existe dans toute l'Amérique tropicale. La maladie de Pierce est donc une contrainte majeure sur la production de vigne aux USA et en Amérique tropicale. Rien qu'en Californie, la valeur des pertes de vigne dues à la maladie de Pierce, y compris les coûts de rogage et de replantation des vignes malades, est en moyenne de 56,1 millions USD / an (raisins de table, raisins de table et raisins secs). De plus, étant donné que 48,3 millions USD supplémentaires sont dépensés par les pépinières, les producteurs d'agrumes et les agences gouvernementales pour limiter les populations de H. vitripennis, le coût estimé de la maladie de Pierce est d'environ 104,4 millions USD par an (Tumber et al., 2014).

En revanche, chez les pêches, la fausse maladie ne tue pas les arbres et ne provoque pas de dépérissement, mais elle réduit considérablement la taille et le nombre de fruits. Une analyse des effets biophysiques sur les pêchers a été faite par Anderson et French (1987). La maladie était extrêmement importante dans le sud-est des États-Unis dans les années 1940, lorsque les vergers de 5 ans étaient souvent touchés à 50% et les vergers plus âgés entièrement. Cependant, les méthodes de lutte efficaces actuellement disponibles (insecticides, destruction des arbres infectés, élimination des plantes hôtes sauvages autour des vergers) permettent un haut degré de contrôle, sauf dans les zones où l'incidence est très élevée.

Chez les agrumes, la chlorose panachée a été décrite par Roistacher comme «la maladie de l’orange douce la plus destructrice au monde». Il s'est répandu rapidement dans de vastes zones du sud du Brésil et semble ne pas pouvoir être contrôlé. Dans une enquête réalisée dans l'État de São Paulo en juin 1990, il a été signalé que 13 sites sur 920 avaient des arbres infectés. Dans une enquête de suivi en août 1991, 72 des 920 sites ont été infectés (soit une multiplication par 5 en seulement 14 mois). En 2000, on estimait que la maladie affectait 34% des 200 millions d'orangers doux (Bové et Ayres, 2008), et certains producteurs de l'État de São Paulo plantent désormais des mangues au lieu d'agrumes.

Dans l'olivier, l'épidémie la plus grave s'est développée dans les Pouilles (sud de l'Italie). La bactérie a été diagnostiquée pour la première fois en 2013, dans la commune de Gallipoli (province de Lecce), et le «foyer» d’infection était déjà d’environ 8 000 hectares. Depuis lors, la maladie a progressé en moyenne de 2 km par mois et atteint désormais la commune de Monopoli (province de Bari), à 140 kilomètres de Gallipoli. En 2019, on estimait que dans les provinces de Lecce, Brindisi et Taranto, environ 11 millions de plantes étaient infectées, sur une superficie d'environ 50000 ha.

Les dégâts concernaient des oliviers en production ainsi que des pépinières d'oliviers et ont été estimés à un total de 1,2 milliard d'euros. Un impact indirect concernait l'exportation depuis l'Italie de toute espèce végétale sensible X. fastidiosa. Enfin, les dommages causés par X. fastidiosa au paysage de la péninsule du «Salento» dans les Pouilles et au patrimoine culturel méditerranéen associé aux oliviers est impossible à quantifier.

Contrôler

Le contrôle de X. fastidiosa repose sur différentes méthodes et peut avoir des cibles différentes: le vecteur, la bactérie, à la fois le vecteur et la bactérie, et les plantes hôtes qui peuvent fonctionner comme des réservoirs de X. fastidiosa. Stratégies de lutte contre les insectes vecteurs (principalement P. spumarius dans le cas de l'OQDS) devraient prendre en compte les interactions des vecteurs avec le pathogène (caractéristiques de transmission), les plantes hôtes (du pathogène et du vecteur) et l'environnement, ainsi que les sources d'inoculum et les types de propagation (primaire et secondaire) (Almeida et coll., 2005 Lopes et coll., 2016).

Les stratégies de gestion détaillées ci-dessous s'appliquent principalement à l'OQDS et sont basées sur les informations actuellement disponibles, mais elles sont susceptibles d'évoluer à mesure que de nouvelles connaissances deviennent disponibles. L'objectif est de réduire la densité de population de P. spumarius et pour éviter sa propagation. La propagation primaire (des mauvaises herbes aux olives) et secondaire (parmi les oliviers à l'intérieur et entre les vergers) est assurée par P. spumarius, et très probablement par un adulte P. spumarius.

Les substances actives les plus efficaces pour contrôler les adultes de P. spumarius sur les oliviers sont des néonicotinoïdes (c.-à-d. acétamipride) et des pyréthrinoïdes (deltaméthrine) (Dongiovanni et coll., 2018a). L'application de régulateurs de croissance d'insectes (buprofenzine et spirotétramate) contre les nymphes de la coccinelle a montré une efficacité très faible. Les données préliminaires suggèrent que l'huile d'agrumes est plus efficace que les pyréthrines, mais les deux produits ne sont pas persistants. Pour le contrôle des juvéniles, les néonicotinoïdes et les produits pyréthroïdes entraînent une réduction significative des nymphes sur la végétation pulvérisée.

Dans la région OEPP, aucun composé antibactérien n'est couramment appliqué aux cultures pérennes, à l'exception du cuivre, qui est incapable de guérir les plantes de X. fastidiosa ou même pour empêcher la transmission par les insectes. Cependant, il a été démontré qu'un composé contenant du zinc, du cuivre et de l'acide citrique réduit la multiplication des X. fastidiosa dans les tissus d'olive (Scortichini et coll., 2018).

Une autre méthode de contrôle sélectif et potentiel est l'application de la technologie du film de particules (par exemple le kaolin) pour interférer avec la sélection de la plante vecteur-hôte. Lorsqu'elles sont appliquées sur les raisins, les particules de kaolin changent la couleur de la canopée des arbres, inhibant ainsi l'atterrissage des vecteurs de tireurs d'élite et réduisant la transmission des agents pathogènes (Puterka et coll., 2003 Tubajika et coll., 2007). Cependant, il semble que cette méthode ne fonctionne pas dans le cas de l'OQDS.

En ce qui concerne la lutte biologique, on en sait actuellement très peu sur l'utilisation d'ennemis naturels (parasitoïdes des œufs, nymphes, adultes ou micro-organismes entomopathogènes) contre X. fastidiosa vecteurs.

L'élimination des mauvaises herbes à l'intérieur et autour des oliveraies peut aider à réduire les populations de vecteurs. Par exemple, dans les Pouilles, le travail du sol effectué en hiver et au printemps a considérablement réduit (presque à zéro) l'abondance des deux P. spumarius et N. campestris sur les oliviers et la végétation au sol.

Semis de Lolium spp. et Hordeum vulgare comme culture de couverture en hiver a diminué P. spumarius populations juvéniles.

Les mesures de lutte les plus prometteuses contre les maladies causées par X. fastidiosa reposent sur l’utilisation de matériel génétique résistant. Divers degrés de résistance, de tolérance et de sensibilité ont été observés dans des cultures économiquement pertinentes telles que le raisin, les agrumes, l'amande et, plus récemment, l'olive. Dans ce dernier cas, des enquêtes étendues et des études expérimentales d'infectivité ont identifié des cv. Leccino comme étant tolérant à X. fastidiosa subsp. pauca Infections ST53 basées sur une incidence plus faible, des niveaux bactériens plus faibles et la gravité des symptômes par rapport au cv. Ogliarola salentina (Boscia et coll., 2017). On espère également que des caractères de tolérance ou de résistance peuvent également être trouvés dans d’autres variétés d’oliviers: l’un d’entre eux est le cultivar FS-17, également connu sous le nom de «Favolosa». En Californie, des sélections de raisins portant un caractère génétique qui confère une résistance / tolérance à la maladie de Pierce de Vitis spp. ont été distribués dans les pépinières de vigne pour la multiplication et les variétés résistantes devraient bientôt être disponibles pour un usage commercial (Walker et coll., 2017). De plus, les porte-greffes transgéniques de la vigne, exprimant une protéine inhibitrice de la polygalacturonase de la poire (PGIP) ou une protéine antimicrobienne chimérique (CAP), ont montré une résistance à X. fastidiosa. La recherche de matériel génétique résistant se poursuit également dans le cas de Prunus et Agrumes spp.

Enfin, le contrôle de X. fastidiosa consiste également à minimiser les autres sources de stress pour la plante hôte (ex: sécheresse, surproduction, autres maladies). L'effet de certaines pratiques agricoles sur Xylella les infections, telles que la taille, l'irrigation et la fertilisation, ont également été étudiées avec des résultats encourageants.

Risque phytosanitaire

De 1981 à 2017, X. fastidiosa a été inclus dans la Liste A1 de l'OEPP des organismes nuisibles recommandés pour la réglementation en tant qu'organismes de quarantaine, mais suite à son introduction dans la région OEPP, il a été transféré sur la Liste A2 de l'OEPP en 2017. En 2019, X. fastidiosa a été inclus dans la liste des organismes nuisibles prioritaires de l'Union européenne, dans le cadre de sa nouvelle législation phytosanitaire (UE, 2019). L'introduction de X. fastidiosa subsp. pauca souche ST53 et différentes ST de X. fastidiosa subsp. multiplex dans la région OEPP représente un risque élevé pour les cultures économiquement importantes et pour l'environnement. En particulier, la souche de vigne de X. fastidiosa avait et a encore le potentiel de tuer un grand nombre de vignes et de rendre les zones impropres à la culture V. vinifera. Ses vecteurs nord-américains ne sont pas présents dans la région OEPP, mais la capacité vectorielle est si non spécifique que l'on pourrait certainement s'attendre à des Cicadellinae européennes (par ex. Cicadella viridis) ou Cercopidae pour transmettre la bactérie si elle est introduite. La principale menace à long terme est que X. fastidiosa pourraient s'établir dans la végétation naturelle qui servirait alors de réservoir d'infection des vignobles.

Des modèles ont été utilisés pour estimer la distribution potentielle de X. fastidiosa, et ont révélé que les zones suivantes du sud de l'Europe et de la région méditerranéenne étaient appropriées du point de vue climatique pour l'établissement de X. fastidiosa et étaient plus particulièrement à risque: les régions atlantiques du sud du Portugal et du sud-ouest de l'Espagne, les zones côtières du sud de la France, de l'Italie et de la Croatie ainsi que l'ensemble de leurs îles et archipels. De plus subsp. multiplex pourrait éventuellement s'établir plus au nord de l'UE par rapport à d'autres sous-espèces (EFSA, 2019b). Cependant, comme la distribution potentielle de la maladie peut dépendre de la biologie de ses vecteurs potentiels, elle est par conséquent assez difficile à évaluer.

La présence dans la région OEPP de différentes populations et sous-espèces de la bactérie peut permettre l'apparition de souches recombinantes, résultant de croisements entre les différentes sous-espèces. Ces événements peuvent augmenter le risque d'apparition de nouvelles souches pathogènes plus virulentes ou pathogènes pour de nouveaux hôtes (Vanhove et coll., 2019). La probabilité de tels croisements entre différentes souches pourrait être favorisée par l'existence d'une gamme d'hôtes qui se chevauchent. Par exemple, il a été déterminé que sur le territoire de l'Union européenne, sur les 43 espèces végétales signalées comme hôtes de la sous-espèce pauca, 23% se sont également avérés être l'hôte d'une autre sous-espèce, le plus souvent subsp. multiplex, et que 35% pourraient être l'hôte des trois sous-espèces (Commission européenne, 2020).

MESURES PHYTOSANITAIRES 2020-05-05

La méthode la plus efficace pour prévenir l'introduction et la propagation de X. fastidiosa dans les zones non infectées consiste à imposer des mesures phytosanitaires strictes et à effectuer des inspections (OEPP, 2016b) sur le matériel végétal importé, ainsi qu'à étudier l'état de santé des plantes hôtes potentielles et des vecteurs, en particulier dans les vergers et les pépinières (OEPP, 2016c). À cet égard, une identification correcte et opportune de la maladie est cruciale pour l'application appropriée de toute mesure phytosanitaire. La détection rapide (et la destruction) de nouveaux foyers d'infection sont également de la plus grande importance.

Dans la région OEPP, des réglementations phytosanitaires sont en place pour empêcher l'entrée et la propagation de X. fastidiosa. Pour les États membres de l'UE, les mesures phytosanitaires sont détaillées dans la décision (UE) 2015/789 (UE, 2015).

Compte tenu de la menace sérieuse qui X. fastidiosa représente pour la culture de la vigne et des agrumes, les interdictions d'importer des végétaux destinés à la plantation d'agrumes, de vigne et de café en provenance de pays tiers où X. fastidiosa se produit ont été imposées par de nombreux pays membres de l'OEPP. En outre, plusieurs pays exigent que les plantes hôtes destinées à la plantation en provenance de pays tiers infectés soient cultivées dans une zone exempte d'organismes nuisibles ou dans des conditions protégées avec inspection, échantillonnage et test de l'absence de la bactérie avant leur exportation. Pour certaines plantes hôtes (par ex. Vitis plantes pour la plantation), le traitement à l'eau chaude (50 ° C pendant 45 min) peut être considéré comme efficace pour désinfecter les plantes à planter provenant d'une zone infectée (EFSA, 2015b). Les plantes destinées à la plantation peuvent également être cultivées sous isolement physique complet (OEPP, 2016d) pour exclure les insectes vecteurs.

Il est également recommandé aux pays de mener des enquêtes régulières pour vérifier l'absence ou la présence de X. fastidiosa sur leur territoire. Sur le territoire de l'Union européenne, des enquêtes annuelles spécifiques devraient être menées par tous les États membres et des listes de plantes hôtes spécifiées ont été définies à cet effet (Commission européenne, 2015, 2020 EFSA, 2019a). Des informations détaillées concernant la capacité de propagation de la maladie sont bien entendu fondamentales pour déterminer l'étendue de la zone à étudier. À cet égard, l'utilisation de modèles étalés pourrait faciliter le processus de prise de décision. Par exemple, un modèle a été utilisé pour déterminer la propagation de la maladie dans une oliveraie. On a estimé que l'écart médian à courte distance était d'environ 150 m par an et que l'écart médian à longue distance était d'environ 10 km par an (EFSA, 2019b). Cependant, les valeurs ci-dessus peuvent changer en fonction de plusieurs paramètres, tels que la densité, la distribution spatiale et le nombre d'espèces de plantes hôtes différentes, l'abondance, la mobilité et les caractéristiques biologiques des insectes vecteurs.

En cas de nouvelle flambée de X. fastidiosa, des mesures d'éradication ou de confinement doivent être appliquées. Celles-ci incluent la délimitation des zones infectées et tampons où des mesures officielles appropriées sont appliquées avec une intensité variable selon la zone concernée. Ces mesures comprennent la destruction des plantes infectées et des plantes hôtes potentielles situées à proximité, des enquêtes spécifiques (y compris un échantillonnage et des tests intensifs), des restrictions sur le mouvement des plantes hôtes, ainsi que des mesures de contrôle appropriées contre les vecteurs et les plantes qui vecteurs. Jusqu'à présent, il faut reconnaître qu'aucune tentative d'éradication n'a été couronnée de succès en extérieur et dans les zones où la maladie s'est installée.

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Ressources CABI et EFSA utilisées lors de la préparation de cette fiche technique

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REMERCIEMENTS 2020-05-05

Cette fiche technique a été largement révisée en 2020 par Giuseppe Surico et Guido Marchi du «Dipartimento di Scienze e Tecnologie Agrarie, Alimentari, Ambientali e Forestali (DAGRI), Sez. Patologia ed entomologia, Università di Firenze, Firenze, Italie ». Leur précieuse contribution est grandement appréciée.

Comment citer cette fiche?

Historique des fiches techniques 2020-05-05

Cette fiche technique a été publiée pour la première fois dans le Bulletin de l'OEPP en 1989 et révisée dans les deux éditions de «Organismes de quarantaine pour l'Europe» en 1992 et 1997. Elle est maintenant maintenue en format électronique dans la base de données mondiale de l'OEPP. Les sections «Identité», «Hôtes» et «Distribution géographique» sont automatiquement mises à jour à partir de la base de données. Pour les autres sections, la date de la dernière révision est indiquée à droite.

CABI / OEPP (1992/1997) Organismes de quarantaine pour l'Europe (1ère et 2ème édition). CABI, Wallingford (GB).

OEPP (1989) Fiches de données sur les organismes de quarantaine n ° 166, Xylella fastidiosa. Bulletin OEPP / OEPP Bulletin 13(1), 677-682.


Brûlure bactérienne des feuilles

Brûlure bactérienne des feuilles est parfois abrégé en BLS et peut également être appelé brûlure marginale des feuilles. Ce problème affecte les plantes et les arbres à travers le pays, y compris à Austin. C'est essentiellement lorsque le tissu foliaire meurt sur les bords et peut avoir plusieurs causes différentes.

Quelles sont les causes?

Parce qu'il y a plusieurs raisons potentielles pour lesquelles la brûlure des feuilles peut se produire, un arboriculteur devra vous en dire la raison exacte. Cela peut arriver lorsque le sol n’a pas assez d’humidité ou si les feuilles perdent de l’eau trop rapidement et ne peuvent pas la remplacer adéquatement. Il est également possible que les racines de l'arbre aient été tuées par le compactage, l'excavation ou les agents pathogènes des plantes, ce qui signifie que les feuilles ne peuvent pas recevoir suffisamment d'eau. Le manque d'eau qui entraîne une brûlure bactérienne des feuilles peut également être causé par des bactéries ou des champignons envahissant l'arbre et obstruant ensuite le xylème, les vaisseaux responsables du transport de l'eau. Essentiellement, la brûlure des feuilles se produit lorsque les feuilles d'une plante ne reçoivent pas assez d'eau, mais la raison de ce manque d'eau peut varier. Le dernier d'entre eux est la brûlure bactérienne des feuilles car elle est transmise par des bactéries.

Bactéries communes qui causent le BLS

Parmi les différentes bactéries qui peuvent obstruer le xylème d'un arbre et conduire à une brûlure bactérienne des feuilles, Xylella fastidiosa est parmi les plus courants. Cette bactérie particulière a été liée à la brûlure des feuilles d'une incroyable gamme de plantes, y compris la gomme douce, l'érable rouge, le sycomore, l'orme, le chêne et le mûrier. Il peut également causer un problème différent, la maladie de Pierce, sur la vigne ou d’autres problèmes tels que le stunt de l’herbe à poux, la brûlure des feuilles d’amandier, le flétrissement de la pervenche, l’échaudure des feuilles du prunier, la maladie du pêcher artificiel et le nain de la luzerne.

Comment se propage la brûlure bactérienne des feuilles

En cas de brûlure bactérienne des feuilles due à des bactéries comme Xylella, il se propage à mesure que cette bactérie se déplace entre les plantes. Il peut être transporté par les coccinelles, les cicadelles et les cicadelles de tous âges. La bactérie transmettra immédiatement ou attendra environ deux heures pour le faire. L'insecte continue de transporter la bactérie, ce qui signifie qu'il peut la propager à plusieurs plantes.

Reconnaître BLS sur les érables rouges

Lorsqu'elle affecte les érables rouges, la brûlure bactérienne des feuilles affectera généralement les branches individuelles, le nombre d'entre elles affectées augmentant chaque année. Les feuilles auront l'air normales au début de la saison avant que la décoloration des feuilles ne commence le long des bords. À la mi ou à la fin de juillet, la décoloration aura atteint la base et la nervure médiane de la feuille. Dans de nombreux cas, vous remarquerez une bordure de brun rougeâtre foncé autour de la zone brun clair des tissus morts. Un halo jaune sépare ce tissu mort du tissu vert sain.

Il est probable que les érables rouges atteints de BLS connaîtront une défoliation prématurée à partir de la fin août. Les arbres atteints de cette condition courent également un risque plus élevé de dommages dus au stress.

Reconnaître BLS sur les arbres d'orme

Comme les érables rouges, les feuilles des ormes touchés par la brûlure bactérienne auront une bordure jaune qui sépare le tissu vert et le tissu mort. La brûlure sur ces arbres a tendance à commencer à la base de l'arbre avant de se déplacer vers le haut. Les ormes atteints de BLS ont un risque plus élevé de scolytes de l'orme et de maladie hollandaise de l'orme.

Reconnaître BLS sur les arbres de chêne

La plupart du temps, les chênes rouges et les chênes rouges développeront une brûlure bactérienne des feuilles et les autres variétés de chêne ne le seront pas, mais le chêne blanc peut également être affecté. Vous obtenez à nouveau la séparation jaune distinctive sur les feuilles et la brûlure se propage plus près de la base de la feuille avec un motif ondulé au fil du temps. Il est peu probable que les chênes rouges souffrent de défoliation due à la brûlure bactérienne des feuilles, mais les chênes rouges peuvent développer des pousses d'eau.

Autres symptômes généraux

La plupart des arbres présentant une brûlure bactérienne des feuilles auront le même motif sur leurs feuilles, les marges devenant d'abord brunes. La maladie a tendance à toucher les feuilles les plus anciennes en premier et la bordure jaune sépare presque toujours les tissus des feuilles saines et mortes. Dans certains cas, les feuilles brunies tomberont. Les symptômes de la brûlure bactérienne des feuilles s'aggravent au cours de trois ou huit ans et à la fin de cette période, l'arbre entier commencera à brunir prématurément.

Confirmer qu'il s'agit du BLS

Seul un expert pourra confirmer que la brûlure des feuilles affectant votre arbre est de nature bactérienne et si elle est causée par Xylella ou une autre bactérie. Ils devront effectuer des tests de laboratoire ou envoyer un échantillon à un laboratoire tiers pour analyse. Pendant les tests, les experts peuvent reconnaître Xylella par son manque de flagelles et de spores, une paroi cellulaire épaisse ondulée et un manque de croissance sur les milieux conventionnels utilisés pour la bactériologie.

Un œil non averti peut confondre la brûlure bactérienne des feuilles avec la maladie hollandaise de l'orme ou le flétrissement du chêne. Une différence importante, cependant, est que le BLS se répétera et s'aggravera avec le temps, tandis que les autres maladies peuvent tuer un arbre en quelques mois. Vous ne remarquerez pas non plus de stries d’aubier avec BLS. Enfin, la brûlure bactérienne des feuilles fait commencer le brunissement sur les bords des feuilles avant de se déplacer vers l'intérieur tandis que les autres maladies brunissent les feuilles de manière plus uniforme. Ceux qui ne sont pas familiers avec la brûlure bactérienne des feuilles peuvent également la confondre avec le stress thermique, la sécheresse ou d'autres causes de brûlure des feuilles.

Contrôle de la brûlure bactérienne des feuilles

Votre arboriculteur ou autre expert en arbres sera en mesure de travailler avec vous pour créer un plan pour éliminer la brûlure bactérienne des feuilles. Heureusement, les bactéries ont généralement besoin de plusieurs années pour tuer complètement un arbre, ce qui vous donne de nombreuses occasions de vous en occuper. Cela étant dit, il peut être compliqué de traiter la brûlure bactérienne des feuilles car même si vous vous débarrassez des arbres infectés, la bactérie peut s'être propagée aux autres à proximité.

À l'heure actuelle, le traitement le plus efficace est un antibiotique appelé tétracycline. Les arboriculteurs injectent cela dans l'arbre infecté et les symptômes disparaîtront temporairement complètement ou au moins seront réduits pendant environ un an. Les symptômes réapparaissent finalement. Vous pouvez également limiter la propagation des bactéries et la brûlure des feuilles qui en résulte en enlevant les branches mortes et en désinfectant vos outils de taille entre chaque coupe.


Voir la vidéo: Cest le moment de tailler les arbres fruitiers!